Введение
Бассейн Амура является местообитанием многих ценных видов рыб. Однако в настоящее время некоторые из них стали редкими или находятся на грани исчезновения. Так, в Красную книгу Хабаровского края внесены 9 видов рыб, обитающих в бассейне Амура.
Одними из наиболее значимых являются представители семейства Осетровые - амурский осетр и калуга. Тем не менее, в настоящее время их промысел невозможен из-за сокращения численности [2, 3, 5, 11, 19, 26, 27]. Так, в 1997 году численность особей амурского осетра в возрасте более 2 лет составила 95000 (в нижней части бассейна Амура) [26], а в 2000 году общая численность составляла всего около 130000 особей, из которых только 25000 были половозрелыми [2]. Причиной этого являются антропогенные воздействия в особенности бесконтрольный браконьерский вылов и разрушение среды обитания 3, 5, 10, 11, 26, 27. Зейско-Буреинская популяция калуги и амурского осетра внесена в Красную книгу Российской Федерации [2, 5] и Красную книгу МСОП – по данным P. Zhuang с соавторами (2003) [27]. Положение осложняется высокой требовательностью амурского осетра и калуги к качеству окружающей среды и поздним наступлением половозрелости [2, 3, 11, 19, 21, 27]. Поэтому для восстановления численности осетровых бассейна Амура необходимо искусственное воспроизводство [3, 10, 19, 26, 27]. На сегодняшний день воспроизводством занимаются лишь несколько предприятий влияние которых на пополнение запасов незначительно 3. Существующая технология рыбоводства далека от совершенства [3, 19, 21]. Кроме того искусственное воспроизводство невыгодно отличается от естественного невозможностью полностью воссоздать необходимые условия. Следует также отметить, что выпускаемая молодь характеризуется невысокой жизнестойкостью и плохо подготовлена к жизни в естественных условиях [17]. Этим обусловлена необходимость оптимизации рыбоводного процесса с помощью применения различных биологически активных препаратов.
В настоящее время накоплен опыт по использованию ряда веществ в рыбоводстве. Так, для обработки развивающейся икры предложены пара-аминобензойная кислота [20] и эпибрассинолид [7, 8]. Они увеличивают процент выклева и устойчивость молоди к неблагоприятным условиям среды. Для добавления в корма предложен иммуностимулятор глюкан [25].
Особый интерес представляют регуляторные опиоидные пептиды. Эти соединения в очень малых дозах оказывают долговременное влияние на различные функции организма. В то же время каких-либо побочных эффектов на организм пока не отмечено. Так, исследованиями Т. И. Лаптевой с соавторами (1989) и Е. В. Микодиной (1999) показано положительное влияние пептида даларгина и его аналогов на развитие молоди радужной форели и даже – на увеличение плодовитости [12, 15]. А. Б. Бурлаков и О. В. Бурлакова (1991) отмечают ускорение роста и повышение устойчивости к неблагоприятным факторам личинок и мальков карпообразных рыб под действием налоксона и аналогов лей-энкефалина [4]. Все это делает регуляторные пептиды очень перспективными для использования в воспроизводстве ценных видов рыб. Однако вопрос о влиянии данных соединений на развитие амурского осетра в литературе почти не освещен.
Одними из представителей этой группы биологически активных веществ являются синтетические опиоидные пептиды с условными названиями S и S’ (безаргининовый аналог пептида S). Имеются многочисленные биологические и экономические предпосылки к возможности использования этих пептидов в воспроизводстве амурского осетра и других осетровых рыб [18, 22, 23].
Целью настоящей работы является изучение влияния пептидов S и S’ при однократном воздействии (в фазе гидратации икры) на рост, развитие и жизнестойкость молоди амурского осетра. Перед нами стояли следующие задачи.
• Определение процента выклева предличинок амурского осетра из икры и изучение его динамики в подопытных и контрольной группах.
• Изучение соматометрических показателей личинок и мальков амурского осетра (масса, длина тела, коэффициент упитанности) в течение процесса подращивания (до выпуска).
• Изучение функционального состояния жизненно важных органов (сердца и печени) у мальков из подопытных и контрольной групп.
• Оценка смертности (отхода) и выживаемости мальков за весь период подращивания.
В процессе выполнения работы неоценимую помощь нам оказали научные сотрудники ЦНИЛ ДВГМУ М. Ю. Флейшман и Е. Н. Сазонова, а также работники производственно-экспериментального цеха по воспроизводству осетровых рыболовецкого колхоза «Новоамурский», за что мы выражаем им глубокую признательность.

Материал и методы исследования
Исследования проводились на икре и молоди амурского осетра, выращенной в производственно-экспериментальном цехе по воспроизводству осетровых рыболовецкого колхоза «Новоамурский»
(г. Хабаровск). Эмбрионов обрабатывали растворами пептидов в фазе гидратации (через 30 минут после оплодотворения). Обработку осуществляли в ваннах при постоянном вертикальном перемещении инкубационных контейнеров в течение 1 часа. Одновременно инкубировали контрольный образец без добавления пептидов. Контейнеры с икрой подопытных и контрольных групп после обработки помещали в инкубационный аппарат «Осетр». Для минимизации генетических различий, как и в предыдущих исследованиях, все образцы икры были получены от одной самки [18, 22, 23].
В контрольном и подопытных контейнерах анализировали динамику выклева путем подсчета. После этого предличинок поштучно пересаживали по 2500 особей особей в каждый лоток согласно вариантам опыта. В процессе роста и развития исследовали соматометрические показатели личинок и мальков (длину и массу особей). Исходя из этих данных рассчитывали коэффициент упитанности по Фультону (в модификации ВНИИПРХ, с внутренностями): F = 100·m / l3, где m – масса тела (в граммах), l – длина тела (в сантиметрах) [16]. Кроме того, определяли смертность (отход) личинок и мальков за период выращивания.
Для оценки влияния регуляторных пептидов на обменные процессы в организме мы использовали изучение ядрышкового организатора. Количество ядрышек косвенно отражает уровень синтеза белка в какой-либо конкретной ткани. Изучение ядрышкового организатора в гепатоцитах и кардиомиоцитов позволяет сделать вывод о пластической функции соответственно печени и сердца оценить состояние организма в целом [13, 14, 23].
Для окрашивания ядрышек в срезах печени использовалось коллоидное серебро [13, 14]. Серебро импрегнирует в клетках специфические классы аргентофильных протеинов (в частности, нуклеолин), которые имеют непосредственное отношение к транскрипции в клетках прерибосомной РНК и к биогенезу рибосом. Это позволяет изучить пластическую функцию гепатоцитов. Содержание гранул серебра в ядрышках соответствует количеству работающих в них РНК-полимераз I. Под микроскопом ядрышки окрашиваются в темно-коричневый цвет на фоне светло-коричневых ядер [13, 14, 24].
Морфометрические исследования были проведены на 45-суточных особях. Выбранный возраст определялся тем, что к этому времени у мальков уже сформированы все системы органов [6, 9, 17]. Кроме того, к данному возрасту молодь достигает нормативной массы для выпуска в естественные условия обитания. Отбор осуществлялся согласно вариантам опыта.
Отобранных мальков фиксировали в 10% растворе формалина на фосфатном буфере при рН = 7.5 в течение 7 суток. Затем отмывали в проточной воде в течение 24 часов, после чего проводили вскрытие и извлечение печени и сердца. Извлеченные органы проводили по батарее восходящих спиртов и толуолов, после чего заливали в парафин. После этого изготавливали гистологические срезы толщиной 5 мкм и монтировали их на предметные стекла. Депарафинирование осуществляли в хлороформе, толуоле и нисходящих спиртах [23].
После депарафинирования проводили окрашивание срезов раствором нитрата серебра. Для этого срезы выдерживали в 1% растворе муравьиной кислоты в течение 20 минут, затем промывали в бидистиллированной воде в течение 10 минут, после чего подсушивали на воздухе. Затем под покровное стекло наносили смесь, состоящую из 1 части раствора желатина в 2% растворе муравьиной кислоты и 2 частей 50% раствора нитрата серебра. Препараты инкубировали 15 минут в термостате при 37С. После этого их дважды промывали в бидистиллированной воде, проводили по батарее восходящих спиртов и толуолов, заключали в канадский бальзам.
Подсчет числа ядрышек в ядрах гепатоцитов и кардиомиоцитов, измерение площади ядер и ядрышек проводили с помощью компьютерной системы тонкой микроскопии “МеКоС-Ц” [23].
Статистическую обработку данных осуществляли с помощью программы Statistica 5.0. Различия между группами считали достоверными при р<0.05. При 0.05<р<0.1 отмечали статистическую тенденцию к появлению различий.

Результаты и обсуждение
Контрольный и подопытный образцы икры были получены 05.06.2003 от самки амурского осетра путем кесарева сечения. После оплодотворения и обработки икринки были заложены на инкубацию по 20625 штук (550 г) в каждый инкубационный контейнер. Выклев предличинок начался 09.06.2003 в 900 и продолжался до 12.06.2003. Динамика выклева в контрольных и подопытных группах отражена в таблице 1.

Таблица 1. Динамика выклева предличинок амурского осетра
по вариантам опыта
Вариант % выклева (от общего количества икры) % выклева в группе
09.06-10.06 10.06-11.06 11.06-12.06
Пептид S 14.59 36.00 - 50.59
Пептид S’ 12.12 34.78 - 46.90
Контроль 4.22 18.51 1.33 24.06
Однократная инкубация икры в течение 1 ч привела к значительному увеличению процента выклева предличинок. Пептид S оказал более сильное стимулирующее действие, чем его безаргининовый аналог. Полученные результаты совпадают с предыдущими исследованиями и свидетельствуют о повышении устойчивости эмбрионов подопытных групп к неблагоприятным воздействиям среды [18]. Кроме того, применение регуляторных пептидов повлияло на сроки выклева икринок. В подопытных группах выклев полностью закончился 11.06.2003 (длительность составила 2 суток), тогда как в контроле он продолжался до 12.06 (то есть 3 суток).
Важным показателем является скорость выклева [6, 9, 21]. Обеспечение «дружного выклева» - одна из проблем рыбоводства []. Оплодотворение икры происходит почти одномоментно, поэтому теоретически можно было бы ожидать почти одновременный выклев. В действительности же скорость выклева отдельных предличинок может существенно отличаться. Растянутый выклев, как и низкий процент выклева, является следствием неблагоприятных условий инкубации икры (например, отклонения содержания кислорода и температуры от оптимальных значений) [6, 9]. Полученные нами результаты свидетельствуют, что воздействие обоих исследуемых пептидов существенно увеличивало скорость выклева (рис. 1.).
Рис. 1













В подопытных группах наблюдалось существенное, по сравнению с контролем, ускорение выклева, что свидетельствует об ослаблении имевшихся негативных влияний. Таким образом, исследуемые пептиды увеличивают процент выклева и ускоряют сам процесс, синхронизируя популяцию предличинок [18, 22].
Изучение соматометрических показателей проводили в течение 2 месяцев, с момента выклева и до выпуска в естественные условия. За одно измерение анализировали по 30 особей из каждой группы. Развитие предличинок и мальков, обработанных на эмбриональной стадии, не имело каких-либо отклонений от нормы. Активность движений и поведенческие реакции также не отличались от контрольных параметров. На протяжении периода наблюдения каких-либо негативных отклонений соматометрических показателей у подопытных особей зарегистрировано не было. Более того, можно говорить о некоторых элементах ускоренного развития у мальков подопытных групп (таблица 2).
Таблица 2. Сравнение соматометрических показателей исследуемых
групп
Вариант Пока-затели Дата измерения
23.06 30.06 03.07 09.07 13.07 21.07 30.07
Пептид S L, мм 21.6
±0.3 27.9
±0.6 31.5
±1.2 38.1
±0.7** 42.9
±1.5** 54.2
±1.7 87.8
±2.6**
m, мг 49.7
±2.3** 103.0
±6.4** 158.8
±20.4* 268.8
±14.5** 403.1
±44.2** 749.9
±61.4 2957.0
±208.4**
F 0.4459
±0.0160 0.5012
±0.0149 0.4691
±0.0122 0.4632
±0.0053 0.4583
±0.0065 0.4454
±0.0103* 0.4832
±0.0121
Пептид S’ L, мм 22.1±0.4 26.9±0.5 30.4±0.9 38.1
±1.1** 41.6
±1.3** 53.0±1.7 85.8±2.4
m, мг 46.3±2.1 86.9±5.1 135.5
±11.4 284.8
±27.5** 356.1
±37.1** 709.9
±64.1 2760.6
±179.7**
F 0.4199
±0.0149 0.5146
±0.0162 0.4773
±0.0177 0.4650¬¬±0.0099 0.4678
±0.0153 0.4580
±0.0125 0.4786
±0.0092
Контроль L, мм 21.6±0.3
26.7±0.4 29.1±1.1 34.2±0.7 37.9±1.1 52.3±1.6 78.8±2.9
m, мг 41.8±1.4 77.6±4.0 116.3
±11.1 191.9
±10.9 266.1
±22.2 656.2
±53.2 2167.4
±181.06
F 0.4186
±0.0122 0.4780
±0.0134 0.4464
±0.0136 0.4573
±0.0097 0.4485
±0.0095 0.4311
±0.0082 0.4514
±0.0118
Примечания: L – длина тела; m – масса тела; F – коэффициент упитанности по
Фультону; ** - различия достоверны при р<0.05; * - 0.05 В группе, обработанной пептидом S, наблюдалось статистически достоверное увеличение средней длины тела особей по сравнению с контролем в трех случаях измерений из семи, а достоверное увеличение массы – в пяти случаях. В группе, обработанной безаргининовым аналогом, статистически достоверное увеличение длины по сравнению с контролем зарегистрировано в двух случаях, а массы тела – в трех. Таким образом, обработка икры амурского осетра растворами исследуемых пептидов не вызывает негативных отклонений в последующие 2 месяца жизни, а в некоторых случаях имеют место некоторые признаки ускоренного развития. Стимулирующее влияние пептида S выражено сильнее, чем у его безаргининового аналога.
Несмотря на увеличения длины и массы тела, упомянутые выше, статистически достоверных различий по коэффициентам упитанности между исследуемыми группами молоди не зарегистрировано. Это показывает, что накопление массы тела происходит в пределах физиологической нормы, и даже при некотором ускорении роста у предличинок и мальков подопытных групп в первые 2 месяца жизни гармоничность роста и развития сохраняется.
Рассмотрим результаты изучения состояния печени и сердца исследуемых групп молоди амурского осетра. При визуальном осмотре препаратов печени под микроскопом (увеличение 600х) качественные различия между вариантами опыта не обнаружены, что указывает на отсутствие кардинальных патологических изменений в строении ткани. Результаты морфометрических исследований представлены в таблице 3.
Таблица 3. Морфометрические показатели печени исследуемых групп
молоди
Вариант Показатели Минимум Максимум Среднее значение Станд. ошибка
Контроль Площадь ядра 39.08 57.25 47.31 2.11
Площадь ядрышек 4.97 8.59 6.19 0.407
Кол-во ядрышек 2.28 2.72 2.45 0.057
Пептид S Площадь ядра 44.83 72.63 59.02** 2.94
Площадь ядрышек 7.29 9.1 8.22** 0.204
Кол-во ядрышек 3.04 3.92 3.43** 0.105
Пептид S’ Площадь ядра 48.52 72.62 54.03* 2.849
Площадь ядрышек 7.03 8.82 8.046** 0.213
Кол-во ядрышек 3.48 3.64 3.506** 0.021

Среднее количество ядрышек на 1 ядро в гепатоцитах обеих подопытных групп (пептид S – 3.43±0.105; пептид S’ – 3.506±0.021) статистически достоверно увеличено по сравнению с контролем (2.45±0.057). Кроме того, наблюдаются достоверные отличия обработанных пептидами вариантов от контроля по средней площади ядрышек в ядре. Площадь ядер в варианте «S» достоверно больше, чем в контроле, а в варианте «S’» имеется статистическая тенденция к увеличению. На основании этих данных можно сделать выводы о повышении уровня белок-синтетической активности клеток печени молоди амурского осетра при обработке регуляторными пептидами на ранних стадиях развития. Это свидетельствует о повышении функциональных резервов печени подопытных осетров и косвенно указывает на повышение уровня пластического обмена организма в целом. Кроме того, развитие печени влияет на устойчивость молоди к неблагоприятным условиям содержания.
При визуальном осмотре гистологических препаратов сердца подопытных и контрольных групп молоди качественных различий также не выявлено. Результаты морфометрических исследований ядер кардиомиоцитов представлены в таблице 4.

Таблица 4 Морфометрические показатели миокарда исследуемых
групп молоди
Вариант Показатели Мини-мум Макси-мум Среднее значение Станд. ошибка
Контроль Площадь ядра 29.05 50.10 41.40 3.12
Площадь ядрышек 3.09 6.05 4.78 0.37
Кол-во ядрышек 3.16 3.40 3.27 0.03
Пептид S Площадь ядра 48.85 63.86 55.54** 1.97
Площадь ядрышек 6.25 9.17 7.69** 0.44
Кол-во ядрышек 4.20 5.16 4.71** 0.11
Пептид S’ Площадь ядра 37.30 51.38 44.73 2.06
Площадь ядрышек 3.89 7.16 4.96 0.48
Кол-во ядрышек 3.92 4.40 4.22** 0.07
Сравнение группы, обработанной пептидом S, с контролем по количеству ядрышек на 1 ядро (4.71±0.11) показывает достоверное увеличение среднего показателя (в контроле – 3.27±0.03). Аналогичные отличия отмечались по площади ядра и ядрышек. В группе, обработанной пептидом S’, наблюдалось статистически достоверное увеличение среднего количества ядрышек на 1 ядро (4.22±0.07) по сравнению с контролем, а по другим показателям существенных различий не отмечено. Морфометрические параметры ядрышкового организатора отражают интенсивность процессов синтеза РНК и поэтому характеризуют белок-синтетические процессы в миокарде. Изменение этих показателей в сторону уменьшения наблюдаются при неблагоприятных воздействиях (гипоксия, отравление, ишемия и т. д.) [13, 14]. Улучшение условий роста организма на ранних этапах онтогенеза способствует активации ядрышкового аппарата [14].
Таким образом, изучение морфометрических показателей сердца и печени молоди исследуемых групп показало, что однократная обработка икры раствором регуляторных пептидов вызвала достоверное увеличение числа ядрышек в ядре, а в случае пептида S – также площади ядра и ядрышек. Это свидетельствует об активации процессов синтеза РНК и белка в кардиомиоцитах и гепатоцитах. Выявленные изменения предполагают лучшую подготовленность мальков подопытных групп к выпуску в естественные условия. Стимулирующее влияние пептида S выражено сильнее, чем у его безаргининового аналога.
В процессе подращивания проводили также подсчет отхода (смертности) и выживаемости молоди по вариантам опыта в течение 2 месяцев. Результаты расчетов смертности и выживаемости за весь период подращивания представлены в диаграмме на рис. 2. Из исходного количества (2500 особей) в группе, обработанной пептидом S, погибли 1352 особи, что составляет 54.08%. В группе, обработанной пептидом S’ , количество погибших особей – 1409 (56.36%). Оба этих показателя существенно больше, чем отход в контрольной группе – 1907 особей (76.28%).
Рис. 2












Нормативный отход двухмесячных мальков амурского осетра при выращивании в заводских условиях составляет 30.5%. Следовательно, обработка исследуемыми пептидами вызвала уменьшение смертности и увеличение выживаемости по сравнению как с контролем, так и с нормативным показателем. Это свидетельствует о влиянии регуляторных пептидов на механизмы, обеспечивающие устойчивость молоди при отклонении условий среды от оптимальных.

Заключение
Таким образом, результаты исследований свидетельствуют о позитивном влиянии пептида S и его безаргининового аналога на развитие молоди амурского осетра в первые 2 месяца жизни. Однократная обработка оплодотворенной икры в растворе данных пептидов в течение 1 ч привела к достоверному увеличению числа сформировавшихся предличинок, скорости выклева и его синхронизации. Эти эффекты косвенно указывают на повышение устойчивости эмбрионов к неблагоприятным условиям инкубации.
Последующее наблюдение за молодью подопытных групп не выявило негативных отклонений от нормы. Более того, зарегистрированы некоторые элементы ускоренного соматического развития. Однако увеличение массы и длины и тела происходит пропорционально, на что указывает отсутствие различий коэффициента упитанности в исследуемых группах.
Морфометрическое изучение клеток печени и миокарда исследуемой молоди в возрасте 45 суток выявляет достоверное увеличение количества и площади ядрышек, а также площади ядер в группе, обработанной пептидом S, и количества ядрышек в группе, обработанной его безаргининовым аналогом, по сравнению с контролем. Это свидетельствует об усилении пластической функции рассматриваемых органов и организма в целом. Данные изменения предполагают лучшую подготовленность подопытных мальков к выпуску в естественные условия.
Смертность молоди из подопытных групп существенно снижалась по сравнению с контролем и нормативным показателем. Это указывает на повышение устойчивости обработанных пептидами предличинок и мальков к воздействию неблагоприятных факторов среды. В целом, стимулирующий эффект пептида S выражен несколько сильнее, чем у его безаргининового аналога. Таким образом, однократная инкубация оплодотворенной икры в растворе исследуемых опиоидных пептидов оказывает существенное позитивное воздействие на эмбриональный и постэмбриональный онтогенез. Это указывает на целесообразность их применения при искусственном воспроизводстве осетровых и других редких видов рыб, а также в товарном рыборазведении.


Литература
1. Архипчук С. В. Морфология ядрышек в эмбриогенезе карповых рыб // Цитология, 1996, №3. - с.325-335.
2. Атлас пресноводных рыб России: в 2 т. / под ред. Ю. С. Решетникова. – М.: Наука, 2003. – Т.1. – 379 с..
3. Беляев В.А. Иванов С.А. Искусственное воспроизводство амурских осетровых рыб // Осетровые на рубеже 21 века.- Астрахань: КаспНИРХ 2000.-с.220-222.
4. Бурлаков А. Б., Бурлакова О. В. Влияние нейропептидов на эмбриональное развитие некоторых карпообразных рыб // Тез. докл. V Всесоюз. конф. по раннему раннему онтогенезу рыб. – Астрахань, 1991. – с. 86-87.
5. Воронов Б. А. Антропогенная динамика природных экосистем и пути развития экологической обстановки // Природные ресурсы Хабаровского края: проблемы науки и образования. – Хабаровск: Изд-во ХГПУ, 2004. – с. 20-25.
6. Детлаф Т.А. Гинзбург А.С. Шмальгаузен О.И. Развитие осетровых рыб. – М.: Наука 1981.- 224 с..
7. Егоров М. А. Морфофизиологические эффекты фитогормона эпибрассинолида на позвоночных животных в раннем онтогенезе // Известия Самарского научного центра РАН. – 2003, вып. 5, №2, с. 355-362.
8. Егоров М.А. Витвицкая Л.В. Никоноров С.И. Теплый Д.Л. Некоторые итоги и перспективы исследования феноменологии и физиологических механизмов действия эпибрассинолида на раннее развитие осетровых // Осетровые на рубеже 21 века.- Астрахань: КаспНИРХ 2000.-с.237-238.
9. Кауфман З.С. Эмбриология рыб. – М.: Агропромиздат 1990.-272 с..
10. Крыхтин М. Л. Перспективы развития рыбного хозяйства на Амуре и некоторые мероприятия по сохранению запасов амурских рыб в условиях гидростроительства // Амурский сборник, ч.I. – Хабаровск: Изд-во Приамурского филиала Географического об-ва СССР, 1959, с. 141-152.
11. Крыхтин М. Л. Современное состояние запасов осетровых бассейна Амура и меры по их увеличению // Осетровые СССР и их воспроизводство. – М.: Пищевая промыщленность, 1967. – с. 49-53.
12. Лаптева Т.И. Микодина Е.В. Фомина Г.Г. Филлипович Ю.Б. Влияние синтетического аналога лей-энкефалина даларгина на содержание белка и нуклеиновых кислот в мышцах радужной форели // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины 1989 №4 с.473-475.
13. Мамаев Н. Н., Гудкова А. Я., Аминева Х. К. Оценка пластической функции кардиомиоцитов человека // Архив анатомии, гистологии и эмбриологии, 1989, №5, с. 69 – 72.
14. Мамаев Н. Н., Ковалева О. В., Аминева Х. К. Оценка пластической функции кардиомиоцитов методом серебрения ядрышек у оперируемых больных ишемической болезнью сердца // Архив патологии, 1993, №3, с. 43-45.
15. Микодина Е. В. Физиолого-биохимические основы регуляции функций у рыб пептидами энкефалинового ряда. Автореферат на соискание ученой степени доктора биологических наук. – М.: Изд-во ВНИИРХ, 1999. – 65 с..
16. Никольский Г. В. Экология рыб. – М.: Высшая школа, 1962. – 336 с..
17. Никоноров С.И., Витвицкая Л.В. Эколого-генетические проблемы воспроизводства осетровых и лососевых рыб.– М.: Наука, 1993. – 254 с..
18. Сазонова Е. Н., Флейшман М. Ю., Соколов А. В. Некоторые аспекты оптимизации искусственного воспроизводства осетровых рыб // Природные ресурсы Хабаровского края: проблемы науки и образования. – Хабаровск: Изд-во ХГПУ, 2004. – с. 92-97.
19. Свирский В. Г. Состояние гонад у самок амурского осетра Acipenser schrenckii Brandt в разные сезоны года // Осетровые СССР и их воспроизводство. – М.: Пищевая промыщленность, 1967. – с. 234-240.
20. Сергиенко Л.Л. Кубышкин В.И. Применение пара-аминобензойной кислоты в осетроводстве // Осетровые на рубеже 21 века.- Астрахань: КаспНИРХ 2000.-с.273-274.
21. Скаткин П. Н. Биологические основы искусственного рыборазведения. – М.: Изд-во АН СССР, 1962. – 244 с..
22. Соколов А. В., Сазонова Е. Н., Флейшман М. Ю. Некоторые аспекты оптимизации искусственного воспроизводства амурского осетра – Acipenser schrenckii // Новые исследования (Биология. Экология. Образование). – Хабаровск: Изд-во ХГПУ, 2004., вып. 5, с. 25-30.
23. Соколов А. В., Флейшман М. Ю., Сазонова Е. Н. Влияние пептидных регуляторов на состояние печени молоди амурского осетра (Acipenser shrenckii).// Природные ресурсы Хабаровского края: проблемы науки и образования. – Хабаровск: Изд-во ХГПУ, 2004. – с. 115-119.
24. Штейн Г. И., Кудрявцева М. В., Кудрявцев Б. Н. Изменение морфометрических параметров окрашенных серебром ядрышек гепатоцитов крыс при циррозе печени и в процессе ее реабилитации // Цитология, 1999, №7, с. 574-579.
25. Jeney G., Jeney Z. Applications of immunostimulants for modulation of non-specific defense mechanisms in sturgeon hybrid: Acipenser ruthenus×A. baeri // J. Appl. Ichthyol., 2002 (18), pp. 416-419.
26. Krychtin M. L., Svirskiy V. G. Endemic sturgeons of Amur river: kaluga, Huso dauricus, and Amur sturgeon, Acipenser schrenckii // Envir. Biol. of Fishes, 1997 (48), pp.231-239.
27. Zhuang P., Kynard B., Zhang L., Zhang T., Cao W. Comparative ontogenetic behavior and migration of kaluga, Huso dauricus, and Amur sturgeon, Acipenser schrenckii, from the Amur river // Envir. Biol. of Fishes, 2003 (66), pp.37-48.